COVID-19 REDLARA: LIvros (Reproducción Humana e Infertilidad)
Control de Calidad en el Laboratorio de Reproducción Asistida
Pablo Valencia Llerena INTRODUCCIÓN INSTALACIONES DEL LABORATORIO REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Cada uno de los procedimientos que se desarrollan en un laboratorio de fertilización in
vitro (FIV), desde la punción para la obtención de ovocitos hasta la transferencia de
embriones, pasando por la manipulación de los medios de cultivo y de muestras de
semen, necesitan el mismo grado de responsabilidad y son igualmente importantes.
Descuidos y falta de atención pueden desencadenar fallos de fecundación o bloqueo del
desarrollo embrionario, con la consiguiente pérdida del ciclo para la paciente. Es
fundamental, por tanto, que el grado de atención sea siempre el máximo, incluso en
aquellos procedimientos que no impliquen la manipulación directa de embriones o
gametos. Este fin se consigue siguiendo una serie de requisitos bien establecidos como
son: disponer del personal suficiente para realizar todos los procedimientos sin
precipitación, realización de un único procedimiento por vez y recalcar al personal del
laboratorio sobre la importancia y trascendencia del trabajo que realiza.
El número de profesionales que componen el personal de laboratorio repercute en el
tiempo que un embriólogo puede destinar a cada caso en particular, así como en la
agilidad mental y destreza a la hora de realizar un procedimiento en concreto. Los
procedimientos que se realizan en un laboratorio son muy complejos, muchas veces
resultan largos, tediosos y complicados, exigiendo indudablemente concentración
máxima para evitar errores. Tasas de fecundación, calidad embrionaria y de gestación,
pueden verse significativamente afectadas por este tipo de variable.
El número de embriólogos y técnicos de laboratorio experimentados y capaces es, por
tanto, pieza clave en la organización del laboratorio. Ésta depende de las características
de cada centro y debe estar en función del número y tipo de procedimientos que se
realizan al año, de la complejidad de las técnicas utilizadas y del reparto de actividades
entre embriólogos y técnicos. Un parámetro bastante aceptable es el de 1 embriólogo por
cada 100 procedimientos anuales. Existen, no obstante, laboratorios con proporciones
más desahogadas: 1 embriólogo por cada 50 procedimientos o incluso más ajustadas: 1
embriólogo por cada 250 procedimientos. Sin embargo, basar esta proporción sólo en el
número de ciclos no es adecuado, ya que no es lo mismo realizar una FIV de 4 ovocitos
con transferencias de día 2 de desarrollo, que una ICSI con espermatozoides de biopsia
testicular de 30 ovocitos con transferencia en día 6, o la aplicación de técnicas especiales
como la aspiración de fragmentos embrionarios o la biopsia embrionaria. Se debe, por
tanto, establecer una medida lo más objetiva posible que evalúe la complejidad de cada
uno de los procedimientos. 2
El lugar donde se instalará el laboratorio de FIV debe ser un ambiente cerrado
herméticamente y de preferencia cerca del área donde se realizará la aspiración de los
ovocitos. Si el número de expertos que componen el personal de laboratorio es
importante, no lo es menos el equipamiento del mismo. De hecho, constituye otro de los
factores limitantes para el éxito de la FIV. Éste, al igual que el personal, depende de las
necesidades y rutina de trabajo de cada laboratorio y también está en función de la
cantidad de procedimientos que se realizan. Por consiguiente, se distinguen dos aspectos
importantes en este capítulo: equipos y mantenimiento.
Equipos.- La disponibilidad de cabinas de flujo laminar, cortina de aire al ingreso del
laboratorio, equipo purificador de agua, microscopios estereoscópicos e invertidos,
equipos de micromanipulación, incubadoras, etc., son piezas importantes para el buen
funcionamiento del laboratorio de embriología y permitirán realizar los procedimientos
dentro del tiempo requerido.
El número de cabinas de flujo laminar debe ser suficiente para no tener que realizar
simultáneamente dos procedimientos en la misma cabina. Figura 1. En lo referente al
resto del equipo como lupas esteroscópicas, microscopios invertidos, equipos de
micromanipulación y de congelación, deben ser suficientes para impedir el retraso en la
realización de un procedimiento concreto más de lo necesario.
FIGURA 1. Cámara de Flujo Laminar utilizada en CEMEFES
El número de incubadoras y su función es otro tema fundamental. Si bien es cierto que lo
ideal sería tener un paciente por incubadora, la razón de 3 pacientes por incubadora es
bastante razonable. La aparición de las incubadoras denominadas de trabajo o temporales
son esenciales en el laboratorio, ya que evitarán la apertura innecesaria y repetitiva de las
incubadoras de cultivo. Figura 2.
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FIGURA 1. Incubadora de CO2 con medidor Fryrite
Mantenimiento.- La estabilización al máximo de las condiciones de cultivo lleva
asociado el mantenimiento de un ambiente de cultivo de la forma más estable posible.
Una de las variables que afecta la viabilidad de ovocitos y embriones es claramente la
temperatura(1,2). Para evitar grandes fluctuaciones de temperatura, además de la adopción
de ciertas técnicas de cultivo como la utilización de aceite mineral, el equipamiento de las
campanas, lupas y microscopios con plataformas temperadas resulta altamente
beneficioso.
El control de calidad constante y consistente de los protocolos utilizados es uno de los
aspectos más importantes en el laboratorio de reproducción asistida. Todos las cámaras
de flujo laminar y las máquinas de congelación deben ser revisadas y pasar por un
proceso de mantenimiento mínimo dos veces al año y las fechas deben anotarse en los
registros del laboratorio. Los microscopios también deben someterse a un mantenimiento
igual una vez al año, que incluye su limpieza y ajustes necesarios.
Las incubadoras deben tener su propio tanque de CO2 y sistemas de rescate, en caso de
algún problema. A pesar de que las incubadoras tienen su registro digital de la
temperatura interna y del nivel de CO2, estos deberán revisarse todos los días para
determinar la seguridad de las mediciones de la incubadora. La concentración de CO2
interna se verifica por un analizador de gases Fryrite (Bacharach Instruments, Pittsburg,
PA), la temperatura y la humedad con termómetros y medidores colocados dentro de la
incubadora. Las incubadoras cuentan con sistemas de alarmas que alertan al personal
sobre variaciones en sus parámetros, lo cual es de mucha ayuda para el personal. Se debe
evitar el abrir y cerrar de forma innecesaria las puertas de la incubadora. Las incubadoras
se desarman unas 4 veces al año para lavar y mandar a esterilizar en autoclave las paredes
laterales, repisas y el reservorio de agua. El interior de la incubadora se limpia con una
solución desinfectante tipo Rocall (disuelta en alcohol), luego se enjuaga con agua y se
seca. Cuando se vacía el agua que está en el interior de la incubadora, en el “water
jacket”, es importante vaciarla por completo y secarla antes de volverla a llenar. La
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bandeja que se encuentra en el interior de la incubadora y que sirve para mantener la
humedad al 98% debe ser cambiada cada 15 días con el fin de evitar el desarrollo de
hongos.
Una fuente de agua ultra pura es vital para las necesidades del laboratorio de
reproducción asistida. El agua debe cumplir los parámetros para preparar medios de
cultivo, lavar objetos de laboratorio y limpiar las superficies laborables. Una excelente
opción es el sistema de agua Milli Q/UF (Millipore, Inc.) que cuenta con cartuchos de
prefiltrado, ósmosis inversa, absorción de partículas de carbono e intercambio iónico.
Figura 3. Este equipo también necesita de un mantenimiento constante según las
indicaciones del fabricante, que incluye procesos de limpieza con cloro del sistema y
cambio periódico del los cartuchos.
FIGURA 3. Equipo de purificación de agua
Mantenimiento de condiciones estériles
Para que el ingreso al área del laboratorio sea restringido, solamente el personal del
laboratorio debe tener acceso al mismo. Se recomienda dar instrucciones precisas al
personal de la limpieza para que ingrese al laboratorio únicamente con la debida
autorización. Para garantizar condiciones seguras para el cultivo celular, el embriólogo
debe estar bien capacitado en aspectos relacionados con la aplicación de técnicas de
asepsia y antisepsia. Es rutina el uso de ropa limpia de la clínica, gorro, mascarilla y
botas quirúrgicas para el ingreso al laboratorio. También es importante el lavado
constante de las manos antes de iniciar cualquier tarea dentro del laboratorio.
Se usan las cámaras de flujo laminar durante la preparación de medios, semen, manejo de
ovocitos y la transferencia. Los reservorios de agua que proporcionan la humedad de la
incubadora deben limpiarse y renovarse cada 15 días y el agua que se encuentra alrededor
de la incubadora debe cambiarse una vez al año.
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Evitar el uso de sustancias tóxicas
El realizar pruebas de toxicidad de los materiales utilizados para cultivo de ovocitos,
espermatozoides y embriones, es un requisito antes de emplearlos de forma rutinaria en el
laboratorio. Para este objeto se utilizan varias pruebas como los bioensayos de ratón, en
los que embriones de ratones fertilizados se incuban en hasta etapa de blastocisto en las
mismas condiciones que para los embriones humanos. Medios, material de laboratorio,
guantes quirúrgicos, todos pueden ser probados con este sistema las veces que sean
necesarias para verificar la seguridad de su utilización. También existe como verificación
de seguridad la prueba de sobrevida espermática, en la que el porcentaje de
espermatozoides móviles expuestos a distintos materiales nos proporciona una idea de su
embriotoxicidad.
La esterilización por autoclave es el método de elección para los materiales utilizados en
el laboratorio de FIV, ya que evita los efectos tóxicos de la esterilización por gases como
el óxido de etileno. Este gas no debe utilizarse para esterilizar ningún material, en
especial si éste va a estar contacto con los ovocitos, espermatozoides o embriones. La
esterilización por químicos, ya sea con alcohol, derivados del yodo y todas las sustancias
antisépticas, son extremadamente tóxicas para los ovocitos y embriones. Se debe tener
cuidado especial en la sala de operaciones donde se realiza la aspiración folicular. El
cirujano, de preferencia, debe utilizar guantes quirúrgicos sin talco, ya que se ha
comprobado ser una sustancia embriotóxica. Se debe evitar el uso de cualquier tipo de
antisépticos durante la aspiración folicular, ya que desde hace algún tiempo se ha
demostrado que estas sustancias disminuyen significativamente las tasas de embarazo(3).
Igualmente, se debe evitar cualquier procedimiento que exponga estas sustancias a los
gametos o embriones. Las agujas para aspiración, sistemas de tubos y catéteres, deben
enjuagarse con medio de cultivo antes de ser usados para la recolección ovocitaria.
Condiciones ambientales
El creciente interés por el efecto de contaminantes ambientales sobre la salud, y el de los
embriólogos por la mejora de las condiciones de cultivo de gametos y embriones, ha
creado una corriente de interés de la que nace una preocupación por el impacto de las
diferentes condiciones ambientales sobre el desarrollo preimplantacional de los
embriones. Existe una amplia gama de procedimientos in vitro que, por sus características
específicas, únicamente puede realizarse bajo condiciones ambientales de un cuarto
limpio o “cleanroom”. Desde medicamentos especiales hasta equipos ópticos de gran
precisión, necesitan ser producidos o ensamblados bajo condiciones ambientales
especiales. Resulta, por tanto, bastante ilógico pensar que células tan valiosas como
gametos y embriones humanos, no se vean también beneficiadas de estas condiciones
especiales durante su manipulación in vitro. En el laboratorio, gametos y embriones se
ven expuestos a una serie de situaciones artificiales como son cambios de temperatura,
presión de O2 y CO2, cambios en las condiciones de luz, etc., que pueden afectar a su
integridad y desarrollo(1,2,4).
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Además pueden verse expuestos a sustancias con las que difícilmente llegarían a
contactar de forma natural y que son capaces de afectar al desarrollo embrionario(5,6).
Entre estas sustancias con las que circunstancialmente contactarán, podemos destacar:
partículas de polvo, restos de vidrio, derivados de plástico, compuestos orgánicos
volátiles y desinfectantes. Todas estas nuevas situaciones a las que embriones y gametos
se verán expuestos, pueden ser mitigadas en gran medida por la conversión de los
laboratorios de FIV en “cleanroom”. Esta conversión no sólo facilitará el control de
calidad del aire, es decir la concentración de compuestos orgánicos volátiles (VOC), sino
también la consecución de condiciones estables de temperatura y humedad.
La calidad del aire dentro del laboratorio de FIV dependerá no sólo del filtrado exterior
sino también del laboratorio en sí. El número de personas, así como la indumentaria,
deben tenerse en cuenta para controlar este parámetro. Sin la indumentaria adecuada, una
persona puede generar alrededor de 2 millones de partículas menores de 0.5um/min. y
alrededor de 160 partículas con bacterias(7). Es por ello que el uso de mascarilla, gorro y
botas exclusivos resultarán imprescindibles.
La utilización de cabinas de flujo laminar equipadas con filtros HEPA, permiten el paso
de sólo 3 de 10.000 partículas de tamaño no superior a 0.3um. Éstas resultan, por tanto,
suficientes para evitar el paso de microorganismos que normalmente vienen unidos a otro
tipo de material como restos de células de piel o agregados de polvo, llegando a alcanzar
tamaños de 10 a 15 um. El control de la posible contaminación debida a la impureza del
CO2 utilizada en las incubadoras, puede realizarse utilizando un sistema de filtros
instalados en el sistema de tuberías de canalización de gases, con bajo potencial de
liberación de residuos.
El control de calidad de los cleanrooms, revisión de filtros, control de partículas y
mediciones de VOC, es importante para conservar las cualidades del aire. Dada la
dificultad de adecuar los sistemas de filtrado para el control de las partículas,
microorganismos y VOC a laboratorios ya construidos, puede recurrirse a la utilización
de medidas paliativas: dejar siempre el flujo laminar activo para que las cabinas actúen
como unidades eliminadoras de partículas en el ambiente, cambiar los métodos de cultivo
gameto y embriones, instalar unidades CODA en puntos estratégicos, etc. La instalación
de filtros CODA en algunos laboratorios ha aumentado significativamente las tasas de
gestación y disminuido la de abortos en FIV(8). No obstante, se debe analizar la presencia
de los VOC normalmente presentes en áreas urbanas, que podrían estar afectando los
resultados de un laboratorio concreto y a partir de ahí, diseñar estrategias particulares.
Existen varios estudios sobre los efectos nocivos de los diferentes contaminantes
ambientales sobre la salud. La exposición corta a determinados tipos de estos compuestos
son suficientes para ser detectados en sangre, y tras su exposición más prolongada pueden
atravesar la placenta y detectarse en el líquido amniótico(9,10). Además, se sabe que su
exposición continuada aumenta el riesgo de infecciones pulmonares,(11) cáncer de
pulmón(12) y tener consecuencias nocivas sobre el proceso reproductivo(9,13,14).
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Las medidas implementadas en algunos laboratorios de FIV demuestran que
determinadas prácticas alrededor del laboratorio, pueden dar lugar a una elevación
inesperada de ciertos compuestos y que algunos de ellos pueden encontrarse en mayor
concentración en el interior de las incubadoras, llegando a ser 5 a 6 veces superior a la
concentración encontrada en el aire exterior del laboratorio(6). Es por ello que resulta
interesante conocer si la presencia de estos compuestos en los laboratorios pueden afectar
a los resultados de FIV. Los datos publicados provienen de estudios realizados en otras
especies animales y, en muchos casos, utilizan concentraciones muy superiores a las
encontradas como término medio en los laboratorios, por lo que tienen un valor
parcialmente informativo. Sin embargo, unidos a los resultados indirectos obtenidos de
centros de reproducción asistida en los que se ha relacionado las gestaciones con la
calidad del aire, pueden ofrecer una orientación a seguir frente a la presencia de ciertos
VOC en los laboratorios de FIV(5,15).
Sustancias como el metanol, que pueden ser encontradas en concentraciones mayores
dentro de las incubadoras, también tiene efectos nocivos sobre los embriones de rata a
concentraciones próximas a 300mM, aunque a 200mM el metanol no tiene efectos
embriotóxicos(16).
Aplicación de los controles de calidad
Los controles de calidad y la elección del tipo de prueba a utilizar sobre los medios de
cultivo y material empleado en el manejo de gametos y embriones (jeringas, puntas de
pipetas, placas de cultivo, etc.), es otro tema importante para el mantenimiento de las
condiciones óptimas de trabajo. Aunque la necesidad de su realización podría ser
cuestionada en algunos productos, ya que están probados en sus lugares de fabricación,
las condiciones de transporte y almacenamiento pueden afectar la viabilidad de los
embriones, por lo que resulta aconsejable repetir las pruebas para mayor seguridad.
La mejor prueba del control de calidad de los medios de cultivo es la tasa de embarazo
por ciclo de FIV. Es importante llevar un registro de los resultados de la fertilización,
clivaje y desarrollo embrionario con cada uno de los medios utilizados en el laboratorio.
Se han descrito muchos tipos de pruebas para comprobar la embriotoxicidad de los
productos utilizados en los laboratorios de FIV. Entre ellos están los que estudian la
probabilidad de que los embriones de ratón de 1 ó 2 células lleguen hasta blastocisto(17,19),
o los que se basan en el índice de motilidad de espermatozoides de animales de
laboratorio(20,21) o espermatozoides humanos(22,23). La prueba más apropiada para
comprobar la viabilidad de los medios y el resto del material de laboratorio es un tema
polémico, ya que existen datos en la literatura que bien no encuentran asociación del
resultado de las pruebas con las tasas de embarazo(24,26), o que encuentran mejor
asociación con los parámetros de la FIV con unas pruebas que con otras(18,20,21).
Los medios de cultivo, aceite mineral y materiales nuevos que no vienen con pruebas de
embriotoxicidad por parte de su casa productora, deben pasar por pruebas de toxicidad
antes de ser usados de forma rutinaria en el laboratorio. Estos deben alcanzar en cultivo
8
una tasa de fertilización del 70 o más y una tasa de clivaje del 95%. El clivaje es muy
importante ya que su bloqueo a nivel de 2pronúcleos (PN) indica un serio problema en
las condiciones de cultivo. Por lo menos un 65% de los ovocitos inseminados deben
llegar en embriones clivados poara el día 2. Las condiciones físico-químicas de los
medios de cultivo también son muy importante y la osmolaridad debe mantenerse entre
los 275 a 305 mOsm, con una variación máxima de 30 mOsm y el pH debe mantenerse
entre 7.2 a 7.5 con una variación de 0.4 unidades.
Métodos sugeridos para control de calidad rutinarios
1. Prueba de sobrevida espermática. Seleccionar una muestra normal de semen
capacitado y lavado y valorar su concentración y motilidad. Dividir la muestra
seleccionada en 4 partes: adicionar los materiales en prueba en dos partes de
medio y en los otros dos poner el material control (uso actual y probado). Incubar
un medio control y uno de prueba a 37oC y los otros dos a temperatura ambiente.
Valorar la concentración, y motilidad en cada una de las muestras después de 24 y
48 horas de cultivo. En un resultado normal los valores deben ser iguales en los
medio de prueba con los de control.
2. Cultivo de ovocitos sobrantes. Cultivar por lo menos 6 ovocitos en medio control
y máximo 4 ovocitos en el medio a prueba.
3. Cultivo de embriones multipronucleados. Los ovocitos que muestran
fertilización anormal en el día 1 posterior a la inseminación pueden ser usados
para probar nuevos lotes de medio o material. Observar su clasificación todos los
días hasta el día 6.
4. Cultivo de embriones sobrantes. Los embriones que por algún motivo no son
transferidos y no son candidatos criopreservación también pueden ser usados para
probar nuevos medios. El desarrollo embrionario hasta la etapa de blastocisto se
considera signo de buenas condiciones de cultivo y si son de buena calidad debe
valorarse su criopreservación.
Puesto que los resultados pueden ser muy variables dependiendo del tipo de prueba
realizada, del tipo de producto sobre el que se realiza, etc; cada laboratorio debe utilizar
aquel que mejor se correlacione con su tasa de desarrollo embrionario y gestación. Otro
control de calidad que debe llevarse a cabo en el laboratorio, es el chequeo diario de
temperaturas de los diferentes instrumentos como frigoríficos, placas térmicas,
incubadoras, niveles de CO2 de las incubadores, como se mencionó anteriormente. Todo
esto contribuirá al mantenimiento de la estandarización del trabajo diario y a la obtención
de resultados exitosos.
Acreditación del laboratorio de FIV
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Dado los riesgos que conlleva el trabajo en un laboratorio de reproducción asistida, la
aplicación de los controles de calidad es indispensable para asegurar la reproducibilidad y
estandarización de los procedimientos que se realizan y es fundamental que el personal
conozca como se deben realizar. La estandarización de las condiciones de trabajo en el
laboratorio no sólo facilita la agilidad y calidad del mismo, sino que permite el control
rápido sobre el efecto negativo de nuevas variables que se hayan introducido, así como la
reproducibilidad de los resultados en diferentes laboratorios.
Muchos países tienen legislación sobre la forma de trabajo de los laboratorios de
reproducción asistida (RA). En Estados Unidos, Gran Bretaña o Suecia, por ejemplo,
existen organismos responsables de autorizar y ofrecer recomendaciones para la práctica
de estos procedimientos, en colaboración con diferentes asociaciones científicas como la
Asociación Americana de Medicina Reproductiva (ASRM), la Sociedad Europea de
Reproducción Humana y Embriología (ESHRE), etc.
El laboratorio de FIV deberá tener actualizada la calibración de todos los instrumentos o
equipos, y disponer de un manual que explique detalladamente todos los procedimientos
que se realizan. En los certificados e informes debe constar dirección del laboratorio,
fecha y firma de la persona que aprueba o certifica los informes. La estabilidad de las
condiciones de cultivo de gametos y embriones estará asegurada si el trabajo en el
laboratorio de FIV se lleva a cabo siguiendo los requisitos que aseguren el control del
trabajo rutinario. Aspectos como el tamaño del personal, equipamiento adecuado y
controles de calidad, son algunos de estos requisitos. El establecimiento de las
condiciones óptimas de trabajo en el laboratorio de FIV es una tarea ardua y difícil, pero
sin duda deben aplicar todos los embriólogos para asegurar el éxito.
1. Munné S, Cohen J. Chromosome abnormalities in human embryos. Hum Reprod Update
1998;4:842-855.
2. Almeida PA, Bolton VN. The effect of temperature fluctuations in the cytoskeletal organization and
chromosome constitution of the human oocyte. Zygote 1995;3:357-65.
3. van Os HC, Roozzenberg BJ, Jansse-Caspers HA. Vaginal desinfection with povidon iodine and the
outcome of in vitro fertilization. Human Reprod 1992;7:349-350.
4. Noda Y, Goto Y Umaoka Y, Shiotani M. Culture of human embryos in alpha modification of Eagle
medium under low oxygen tensión and low ilumination. Fertil Steril 1994;62:1022-7.
5. Cohen J, Gilligan A, Schimmel T. Enviromental factors affecting development of embryos. Annual
Review of Preimplantation Embriology. Cancún, México,2001:33-40.
6. Hall J, Gilligan A, Schimmel T. The origin effects and control of air pollution in laboratories used
for human embryo culture. Hum Reprod 1998;13 Suppl 4:146-155.
7. Whyte W. Cleanroom design. Second ed: John Wiley and Sons, 1999.
10
8. Racowsky C, Jackson HV, Nureddin A. Carbon activated air filtration results in reduced
spontaneous abortion rates following IVF. 11th World Congress on In Vitro Fertilization and Human
Reproduction Genetics. Sydney, Australia,1999.
9. Ungvary G, Tatral E. On the embryotoxic effects of benzene and its alkyl derivatives in mice, rats
and rabbits. Arch Toxicol Suppl 1985;8:425-30.
10. Backer LC, Egeland GM, Ashley DL. Exposure to regular gasoline and ethanol oxyfuel during
refueling in Alaska. Eviron Health Perspect 1997;105:850-5.
11. Diez U, Kroessner T, Rehwagen M, et al. Effects of indoor painting and smoking on airway
symptoms in atopy risk children in the first year of life results of the LARS study. Leipzing Allergy
High Risk Children Study, Int J Hyg Environ Health 2000;203:23-9.
12. Cohen AJ, Pope CA. Ambient air pollution as a risk factor for lung cancer. Salud Publica Mex
1997;39:346-55.
13. Hudak A, Ungvary G. Embryotoxic effects of benzene and its methyl derivatives: toluene, xylene.
Toxicology 1978;11:55-63.
14. Ono A, Sekita K, Ogawa Y, et al. Reproductive and development toxicity sutides of toluene. Effects
of inhalation exposure on fertility in rats. J Envirom Pathol Toxicol Oncol 1996;15:9-20.
15. Boone WR, Johnson JE, et al. Control of air quality in an assisted reproductive technology
laboratory. Fertil Steril 1999;71:150-4.
16. Brown SK. Chamber assessment of formaldehyde and VOC, emissions from wood-based panels.
Indoor Air 1999;9:209-15.
17. Fleetham JA, Pattinson HA, Mortimer D. The mouse embryo culture system: improving the
sensitivity for use as a quality control assay for human in vitro fertilization. Fertil Steril
1993;59:192-6.
18. Montoro L, Subias E, Young P, et al. Detection of endotoxin in human in vitro fertilization by the
zona free mouse embryo assay. Fertil Steril 1990;54:109-12.
19. Fleming TP, Pratt HP, Braude PR. The use of mouse preimplantation embryos for quality control of
culture reagents in human in vitro fertilization programs: a cautionary note. Fertil Steril
1987;47:858-60.
20. Bavister BD, Andrews JC. A rapid sperm motility bioassay procedure for quañity control testing of
water and culture media. J In Vitro Fert Embryo Transf 1988;5:67-75.
21. Rinehart JS, Bavister BD, Gerrity M. Quality control in the in vitro fertilization laboratory:
comparision of bioassay systems for water quality. J In Vitro Fert Embryo Tranf 1988;5:335-42.
22. Critchlow JD, Matson PL, Newman MC, Horne G, et al. Quality control in an in vitro fertilization
laboratory: use of human sperm survival studies. Hum Reprod 1989;4:454-9.
23. Claassens OE Wehr JB, Harrison KL. Optimizing sensitivity of the human sperm motility assay for
embryo toxicity testing. Hum Reprod 2000;15:1586-91.
24. Quinn P, Warnes GM, Kerin JF, Kirby C. Culture factors in relation to the success of human in
vitro fertilization and embryo transfer. Fertil Steril 1984;41:202-9.
11
25. van den Bergh M, Baszo I, Biramane, et al. Quality control in IVF with mouse bioassays: a four
year’s experience. J Assist Reprod Genet 1996;13:733-8.
26. Leveille MC, Carneige J, Tanphaichaichitr N. Effects of human sera and human serum albumin on
mouse embryo culture. J Assist Reprod Genet 1992;9:45-52.
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Estamos a sua disposição.
Glossário revisado da Terminologia das Técnicas de Reprodução Assistida (TRA), 2009. Comintê Internacional para Monitorização da Tecnologia Reprodutoiva Assistida (ICMART) e Organização Mundial de Saúde (OMS)